Q：培養基 pH 值異常
A：
? 二氧化碳分壓設置錯誤：根據培養基中碳酸氫鈉的濃度而增加或降低培養箱中二氧化碳分壓。
? 培養箱無二氧化碳：定期觀察二氧化碳壓力表，及時更換二氧化碳鋼瓶。
? 細胞培養瓶蓋擰得過緊：將蓋子旋松 1/4 圈，或換成透氣蓋培養瓶。
? 細菌、真菌污染 丟棄細胞和培養基。
? 培養基中的平衡鹽不匹配：二氧化碳平衡環境中使用以 Earle's 平衡鹽為基礎的培養基，大氣條件下使用以Hank's 平衡鹽為基礎的培養基。
? 碳酸氫鹽緩沖系統緩沖能力不足：加入 HEPES 緩沖液，使其終濃度為 10-25 mM。
Q：細胞生長緩慢
A：
? 培養基或血清改變：比較不同培養基中葡萄糖、氨基酸等成分有無差異；增加細胞接種密度；更換新鮮培養基。
? 必需生長促進成分 ( 如 L- 谷氨酰胺或生長因子 ) 缺乏、耗盡或降解使用新鮮培養基或向現有培養基中添加必需成分。
? 細胞初始接種密度過低：增大細胞接種密度。
? 支原體污染：檢測培養物有無支原體污染，如果被污染，則棄之，或用支原體清除試劑進行清除。
? 細胞代次過高：取用新的細胞。
? 輕度細菌或真菌污染：在添加抗生素的培養基中培養細胞，如果培養物被污染，則棄之。
試劑儲存不當血清應置于-5℃至 -20℃下儲存 ；培養基應置于 2-8℃下避光儲存；完全培養基應置于2-8℃下避光儲存，并限在2周內使用。
Q：細胞死亡
A：
? 胰酶消化過度：縮短胰酶消化時間或降低消化用胰酶的工作濃度。
? 細胞狀態差：取用新的細胞。
? 支原體污染：檢測培養物有無支原體污染，如果被污染，則棄之，或用支原體清除試劑進行清除。
? 培養基中無附著因子：如采用無血清培養方法，應確保其含有附著因子，或使用包被過的培養器皿。
? 培養箱中無二氧化碳：定期觀察二氧化碳壓力表，及時更換二氧化碳鋼瓶。
? 培養箱溫度有波動：監測培養箱內溫度。
? 轉染試劑毒性過強，細胞代次過高，質粒純度差使用低毒性的轉染試劑或在轉染后及時換液；使用低代次細胞轉染 ；使用高品質的質粒轉染。
? 細胞解凍或凍存過程中損傷大：取用新的細胞。
? 培養基的滲透壓不正確：檢查完全培養基的滲透壓。大多數哺乳動物細胞可耐受的滲透壓為 260-350 mOsmol/kg，昆蟲細胞可耐受的滲透壓為 340-380 mOsmol/kg。
? 培養基中有毒代謝產物蓄積過多：更換新鮮培養基。
Q：條帶模糊的原因？
A：
? 電壓過高或電泳時間過長，產熱過多導致電泳緩沖液溫度升高。建議參照Trans產品使用說明書。
? 電泳緩沖液陳舊，建議使用新鮮的電泳緩沖液，為了獲得理想的結果建議在使用前預冷緩沖液。
? 分離膠的濃度偏低，建議使用合適的膠濃度。
? 凝膠放置時間過長，建議使用新配制的凝膠電泳。
Q： 為什么有時候帶型不整齊？
A：
? 建議點樣時將蛋白Marker放在泳道中間。如在凝膠兩側泳道，由于邊緣效應、離子強度不均等原因，均會導致帶型變寬或彎曲。
? 凝膠配制不勻，凝膠內存有氣泡，或點樣孔中有細碎的殘膠。
Q：電泳時蛋白Marker分離不開？
A：大多為膠濃度不合適，要在推薦的凝膠濃度范圍內使用。此外，比較陳舊的凝膠和緩沖液也會造成電泳效果不好。
Q：預染Marker電泳后清晰，但是轉膜后顏色很淺？
A：
? 轉膜時一定要將膠和膜壓緊，否則條帶會在轉膜過程中丟失或變淺。
? 轉膜條件不適合，建議200 mA、2小時，或100 mA過夜轉膜。
Q：轉膜時甲醇的濃度是多少，會對轉膜造成什么影響？
A：甲醇的濃度一般推薦為15%，甲醇濃度太高易造成蛋白穿膜，轉移到濾紙上。
Q：發光液配制需要避光嗎？
A：不需要避光，但是要現配現用，配制后馬上進入暗室進行下面的操作。
Q：發光液的有效曝光時間多長？
A：發光液在2小時以內均可以曝光，但是前30分鐘曝光能力較強，隨著時間的推移可適當延長曝光時間來調節曝光強度。
Q：曝光后X光片背景很黑是什么原因？
A：背景很黑可能是曝光時間太長或者顯影時間過長造成的。
Q：Western Marker 曝光后雜帶很多是什么原因？
A：Marker上樣量過多或曝光時間過長，可適當減少上樣量或曝光時間。此外，二抗的濃度過高或特異性和純度不高，也會造成雜帶較多的結果。
Q：層析柱堵塞？
A：待純化蛋白樣品中存在固體雜質，多見于菌體裂解液直接上樣。建議對樣品微濾 (0.45 μm) 處理。
Q：目的蛋白不與介質結合？
A：
? 目的蛋白沒有 His 標簽，其原因可能是載體構建有誤、表達提前終止 (C端融合表達His 標簽)、二級翻譯起始 (N端融合表達His標簽)等等。建議測序檢查，或嘗試更換表達載體。
? His標簽折疊在蛋白質內部沒有暴露。該情況多見于包涵體蛋白在變性條件下的純化。建議充分變性蛋白，可以嘗試使用更強的變性劑 (如用6 M鹽酸胍代替 8 M尿素)、加入助溶劑 (SDS) 或還原劑 (DTT、β-巰基乙醇) 等方法。
? 緩沖液存在問題。使用 Ni-NTA 或 Ni-IDA 介質純化 His 標簽蛋白時，平衡緩沖液與樣品緩沖液中的某些組分可能會干擾目的蛋白的結合。
部分組分建議濃度如下 ：
EDTA: ≤0.1 mM (建議不要使用)
DTT: ≤1 mM (不推薦使用)
β-巰基乙醇: ≤20 mM (慎用)
咪唑: ≤20 mM (因蛋白而異)
Q：洗脫液中雜蛋白多？
A：
? 洗脫條件不合適。建議使用咪唑濃度梯度或 pH 值梯度洗脫。不同蛋白質最佳洗脫條件不同，需要摸索優化。
? 雜蛋白與介質存在非特異性結合。建議在平衡緩沖液與樣品緩沖液中加入一定濃度的咪唑 (推薦濃度 : ≤20 mM，因蛋白而異)，抑制非特異性結合。
? 雜蛋白與目的蛋白存在非特異性結合。建議在平衡緩沖液與樣品緩沖液中加入非離子型去垢劑 (Triton X-100: ≤1%)、甘油 (≤10%)、NaCl (≥300 mM)、還原劑 (β- 巰基乙醇 : ≤20 mM） 等組分。
? 目的蛋白降解。建議在低溫下純化目的蛋白，并在平衡緩沖液與樣品緩沖液中加入蛋白酶抑制劑 (如 PMSF)。
? 存在表達提前終止 (C 端融合表達 His 標簽) 或二級翻譯起始 (N端融合表達 His 標簽)。建議更換表達載體。
Q：目的蛋白沒有洗脫？
A：
? 目的蛋白量太少，無法檢出。建議更換靈敏度更高的檢測方法，如用銀染法或 Western Blot 替代考馬斯亮藍染色，或優化上游表達條件，獲得更多的目的蛋白。
? 目的蛋白沒有結合介質。建議檢測以下全部樣品以確認蛋白：上樣前、流出、洗滌、洗脫。
? 目的蛋白結合牢固。建議增加洗脫強度，如采用更高濃度的咪唑或更低的 pH 值。
Q：蛋白不表達或表達量很低？
A：
1、選擇正確的表達載體與表達菌株
? T7啟動子的載體(如pET系列載體)應選用BL21(DE3)，BL21(DE3) pLysS，Transetta(DE3) 等菌株。非T7啟動子的表達載體 (如Tac啟動子的pGEX、pMAL系列表達載體) 應選用BL21表達菌株。
? 對細胞有毒性的蛋白，建議選用背景表達低、嚴謹調控誘導的菌株，如BL21(DE3) pLysS菌株。
? 對于帶有稀有密碼子的蛋白或來源于真核基因的蛋白，建議選用Transetta(DE3) 等菌株。
2、嘗試不同的表達載體與菌株
不同的蛋白，對不同載體與菌株的偏好不同，如果某一蛋白無法通過優化誘導表達條件得到明顯改善，可以更換其它菌株或表達載體。
3、表達條件的優化
? 選擇不同的培養基。對于某些蛋白，在培養基中加入適量的葡萄糖(0.1%-0.5%)，可以明顯提高表達量。
? 較高的溫度、較高的誘導物濃度、較長的表達時間，一般可以加快表達的速度，促進目的蛋白的積累，從而提高表達量。但可能會降低可溶蛋白的表達量，形成包涵體。
? 細胞的生長狀態對蛋白表達有很大的影響，可以通過測量菌液的OD600值監測生長狀態。對于大部分蛋白，應在菌株的對數生長期(OD600=0.5) 進行誘導。
Q：目的蛋白不可溶，形成包涵體？
A：
首先確認目的蛋白是否有表達。
? 裂解菌體并離心后，通過對全菌、上清、沉淀的檢測，確認目的蛋白是否表達，是否形成了包涵體。
? 包涵體的形成與蛋白自身結構、表達系統、誘導表達條件等因素有著密切關系。在無法改變蛋白自身結構的情況下，可以嘗試不同的表達載體與菌株，增強其溶解能力，優化出適合特定蛋白的表達系統。
? 目前認為包涵體的形成是由于蛋白在細胞內積累速度過快，沒有正確折疊而聚集沉淀?？梢酝ㄟ^優化誘導表達條件，如降低誘導溫度、降低誘導物濃度、縮短表達時間、降低誘導時菌液的OD值等，以減緩蛋白的積累。
Q：目的蛋白大小不正確？
A：
? 蛋白的結構對判斷分子量大小有一定影響?？梢酝ㄟ^加熱變性蛋白，從而準確判斷蛋白分子量大小。
? 確認蛋白表達是否完整，蛋白是否提前終止表達。
? 若形成二聚體甚至多聚體，可以通過加熱變性蛋白、打開二硫鍵 (加入DTT、β-ME等還原劑) 等手段，破壞次級結構，準確判斷分子量大小。
RNA純化常見問題解答
Q：提取過程中 RNA 降解
A：
? 材料中的 RNA 發生降解：盡量選擇新鮮的材料，材料采集后應迅速用液氮處理。材料
保存在液氮中或 -70℃條件下，材料均不宜長期保存，且避免反復凍融。幼嫩新鮮的材料 RNA 含量高且完整，衰老或病害等受損的材料中 RNA 降解比較嚴重。
? 操作環境的 RNase 污染：RNA 提取盡量選擇潔凈的環境，由于自然條件下空氣中含有較多的 RNase，建議對提取環境進行 RNase 的清除處理。
? 提取用具帶來的 RNase污染：提取用所有的玻璃器皿可通過高溫滅活 (160℃烘烤 4-5 小時)去除 RNase。RNA 材料所接觸的所有塑料制品 (如槍頭、電泳槽、移液器等)都需要通過 DEPC 或 NaOH 處理嚴格去除 RNase 后才可使用。
? 操作中帶入的 RNase 污染：人的皮膚、汗液和呼出的氣體中含有大量的 RNase。操作人
員可通過經常更換一次性手套，佩戴口罩等措施減少此類污染。
Q：RNA 提取量低
A：
? 材料 RNA 含量較低：對于 RNA 含量較低的纖維組織 (肌肉組織或纖維素較高的植
物組織) 可適當提高起始材料的用量。
? 材料中蛋白和脂肪含量較高：蛋白和脂肪含量較高的材料可用氯仿對上清再次抽提。
? RNA 沉淀條件不合適：使用異丙醇沉淀 RNA 時，加入的異丙醇與提取液的比例為嚴
格的 1:1，否則會明顯影響 RNA 沉淀的效率和 RNA 的純度。特殊材料 (如含有多糖、多酚等) 可通過添加適量的檸檬酸鈉來改善沉淀效果。
Q：RNA 中有基因組 DNA 污染
A：
? 材料中核酸含量高：脾臟、胸腺等組織中的核酸含量較高，可進行多次酚 / 氯仿抽
提以去除多余的 DNA。也可以在提取后加入 DNase I 處理，降解 DNA。
? 材料過量：增加試劑用量。
? RNA 沉淀條件不合適：使用異丙醇沉淀 RNA 時，加入的異丙醇與提取液的比例偏高，
溶液的 pH 值偏小，都容易使 DNA 形成沉淀。
Q：提取后的 RNA 樣品降解
A：
? RNA 樣品反復凍融：反復凍融會使 RNA 片段斷裂，影響 RNA 的完整性。
? RNA 樣品保存條件不合適：根據保存時間和材料的不同，RNA 應保存在不同的溶液中。
如從胰臟、肝臟等 RNase 含量較高的材料中提取的樣品需要儲存在甲醛或甲酰胺中以保存高質量的 RNA，而在脾臟中提取的 RNA 可在水中長期穩定保存。
Q：提取過程中 RNA 降解
A：
? 材料中的 RNA 發生降解：盡量選擇新鮮的材料，材料采集后應迅速用液氮處理。材料
保存在液氮中或 -70℃條件下，材料均不宜長期保存，且避免反復凍融。幼嫩新鮮的材料 RNA 含量高且完整，衰老或病害等受損的材料中 RNA 降解比較嚴重。
? 操作環境的 RNase 污染：RNA 提取盡量選擇潔凈的環境，由于自然條件下空氣中含有較多的 RNase，建議對提取環境進行 RNase 的清除處理。
? 提取用具帶來的 RNase污染：提取用所有的玻璃器皿可通過高溫滅活 (160℃烘烤 4-5 小時)去除 RNase。RNA 材料所接觸的所有塑料制品 (如槍頭、電泳槽、移液器等)都需要通過 DEPC 或 NaOH 處理嚴格去除 RNase 后才可使用。
? 操作中帶入的 RNase 污染：人的皮膚、汗液和呼出的氣體中含有大量的 RNase。操作人
員可通過經常更換一次性手套，佩戴口罩等措施減少此類污染。
Q：RNA 提取量低
A：
? 材料 RNA 含量較低：對于 RNA 含量較低的纖維組織 (肌肉組織或纖維素較高的植
物組織) 可適當提高起始材料的用量。
? 材料中蛋白和脂肪含量較高：蛋白和脂肪含量較高的材料可用氯仿對上清再次抽提。
? RNA 沉淀條件不合適：使用異丙醇沉淀 RNA 時，加入的異丙醇與提取液的比例為嚴
格的 1:1，否則會明顯影響 RNA 沉淀的效率和 RNA 的純度。特殊材料 (如含有多糖、多酚等) 可通過添加適量的檸檬酸鈉來改善沉淀效果。
Q：RNA 中有基因組 DNA 污染
A：
? 材料中核酸含量高：脾臟、胸腺等組織中的核酸含量較高，可進行多次酚 / 氯仿抽
提以去除多余的 DNA。也可以在提取后加入 DNase I 處理，降解 DNA。
? 材料過量：增加試劑用量。
? RNA 沉淀條件不合適：使用異丙醇沉淀 RNA 時，加入的異丙醇與提取液的比例偏高，
溶液的 pH 值偏小，都容易使 DNA 形成沉淀。
Q：提取后的 RNA 樣品降解
A：
? RNA 樣品反復凍融：反復凍融會使 RNA 片段斷裂，影響 RNA 的完整性。
? RNA 樣品保存條件不合適：根據保存時間和材料的不同，RNA 應保存在不同的溶液中。
如從胰臟、肝臟等 RNase 含量較高的材料中提取的樣品需要儲存在甲醛或甲酰胺中以保存高質量的 RNA，而在脾臟中提取的 RNA 可在水中長期穩定保存。
Q：產量低
A：
? 檢查細胞生長情況，培養條件是否適合質粒增殖。盡可能選擇高拷貝數的質粒。
? 如果質?？截悢档?，可適當增加收集的菌液量，但是要保證菌體可以被完全裂解。
? 如果裂解液過于粘稠，應適當減少菌體量。
? 培養時間過長或在 2-8℃保存時間過長會明顯降低產量，建議使用新鮮的菌液。
Q：質粒 DNA 中有基因組 DNA 污染
A：裂解時間不宜超過 5 分鐘。
Q：影響下游酶切
A：洗滌液 WB 洗滌后應盡量離心去除殘留的液體，待硅膠膜完全干燥后再加入洗脫緩沖液。
Q：DNA 產量低
A：
? 裂解不充分：減少起始材料的用量。檢查樣品中是否加入了 Proteinase K溶液。如果提取的材料為動物組織，盡量將組織切碎，并要保證材料完全浸泡在裂解液中。適當延長裂解時間。
? 提取材料質量不好：盡量選用新鮮材料，樣品采集后應盡快保存在 -70℃或液氮中。DNA 的產量取決于材料的種類和幼嫩程度。
? 離心柱堵塞：過柱前檢查裂解液是否清亮，去除溶液中過于粘稠的不溶物。
? 洗滌溶液中未添加無水乙醇。必須在洗滌溶液中添加合適比例的無水乙醇。
? 洗脫條件不合適：洗脫液 EB 或超純水最好預先加熱至 70℃，用超純水洗脫前應檢查其pH 值是否在 7.0-8.5 之間，如 pH 值小于 7 將明顯影響洗脫效率，需調節后再進行洗脫。洗脫液應盡量加到離心柱的中央，在離心前室溫靜置 1 分鐘。
? DNA 斷裂或降解：避免因移液槍反復吹吸或反復凍融樣品造成的 DNA 損傷。避免在操作過程中帶入外源 DNase 污染。
Q：洗脫液顏色發黑或硅膠膜脫色 ( 動物組織或鼠尾材料 )
A：來源于組織的色素大量結合在離心柱上并與 DNA 一并洗脫：在過柱前檢查是否已加入乙醇，乙醇可防止色素與硅膠膜結合。在裂解液結合步驟可適當加大轉速和延長離心時間。
? RNA 污染：可在樣品材料制備過程中添加適量的 RNase A 降解 RNA。
Q：影響下游的酶切
A：
? 純化的 DNA 中有乙醇殘留：在洗滌步驟中可能會帶來乙醇的殘留。加入洗脫液之前將離心柱在最大轉速下離心 2-3 分鐘徹底干燥離心柱。
? 純化的 DNA 中有鹽分殘留：采用正確的洗滌操作步驟，用不同 CB 溶液洗滌后再用 WB 洗滌。
Q：如何選擇合適的克隆載體？
A：Taq系列酶擴增的片段，選用T載體；Pfu系列酶擴增片段，選用Blunt系列載體，也可以加“A”后和T載體連接，但效果不如直接連接Blunt系列載體。如果PCR模板是質粒DNA，推薦使用雙抗性載體。
Q：插入片段的量多少合適？
A：
? 片段加入量可根據片段長度不同進行調整。 最佳插入片段DNA量：載體與片段摩爾比=1:7
? 可以粗略的按照“1 kb 20 ng”的比例計算。(如1 kb加20 ng，1.5 kb加30 ng等)、(在膠上通過TransGen的DNA 分子量標準粗定量即可)
? 片段加入量最大為4μl，即使片段濃度很低也不要超過此限。片段加入量最少為0.5μl，可以補充無菌水以方便操作。
? 反應溫度范圍：20-37℃，最適反應溫度為25℃。
Q：反應時間多長合適？
A：
? 大多數1 kb以內的PCR產物室溫反應5分鐘即可完成反應。以下幾種情況可以延長反應時間以獲得更理想的效果：
? 具有特殊結構(高AT/高GC/反向重復序列)的片段：10-20分鐘。
? 膠回收片段或加"A"片段：10-15分鐘(該條件適用于3 kb以內的片段)。
? 大于3 kb的PCR產物需延長至15-20分鐘。
Q：連接產物可以保存多久？
A：連接產物可以置于-20℃或2-8℃冰箱，一周內使用。
Q：多克隆位點上的酶切位點切不開？
A：篩選到的克隆來源于模板質粒而不是連接產物。推薦使用雙抗載體，篩選時使用模板質粒不具有的抗性。
Q：克隆數少或陽性率低？
A：
? 影響克隆數目和克隆效率的因素有許多，如感受態細胞效率、插入片段質量、基因結構、插入片段長度、插入片段和載體的比例等。如發現克隆數少或克隆效率低，可嘗試下列方法：
? 感受態細胞的轉化效率對克隆數有重要影響，轉化效率高低與連接產物克隆數的多少不呈線性關系。假設細胞轉化效率為1×109 cfu/μg DNA時，克隆數為1000；轉化效率為1×108 cfu/μg DNA時，克隆數并不是100，而是低于100。為保證克隆數，請選用高轉化效率的Trans1-T1感受態細胞。
? 使用新鮮的PCR產物：PCR產物于2-8℃保存，1-2天內使用。對于膠回收產物，應盡量縮短紫外照射時間并適當延長反應時間 (10-15分鐘)。
? 目的片段濃度極低時，進行濃縮，以保證反應時分子碰撞機率。
? 毒基因：使用Trans10感受態細胞。
? 具有特殊結構 (高AT/高GC/反向重復序列) 的基因：適當延長反應時間至10-20分鐘。
Q：PCR鑒定重組子失?。?/strong>
A：當用通用引物鑒定重組子，沒有得到目的擴增產物，又沒有載體自連帶，說明PCR失敗。重新優化PCR條件或提取質粒，以質粒作模板擴增或酶切鑒定包含重組子的克隆。
Q：重組克隆呈現淡藍色或“Fish eye”？
A：插入片段沒有影響LacZ基因讀碼框，或插入片段太短 ，這種情況下克隆呈現淡藍色或“Fish eye”，可正常鑒定。
Q：電泳條帶模糊?
A：
? 電泳緩沖液緩沖能力差。 電泳緩沖液多次使用后，離子強度降低，pH值上升，緩沖性能下降，可使DNA電泳產生條帶模糊和不規則的DNA條帶遷移的現象。
? 電壓過高，電泳時間過長。電泳時電壓不應該超過20 V/cm，電泳溫度應該低于30℃。如果電泳時電壓和溫度過高，可能導致出現條帶模糊和不規則的DNA條帶遷移的現象。特別是電壓太高易出現缺帶現象。電泳過程中由于會產熱，因此電泳時間長容易發生條帶模糊，特別是小片段會變得模糊。
? 凝膠放置時間太長或瓊脂糖的質量差，導致DNA 條帶分辨率降低。
Q：DNA Marker 降解?
A：污染了核酸外切酶。建議用滅菌的槍頭，用后及時將管蓋擰緊。點樣時勿將電泳緩沖液帶入管中，建議更換槍頭。
Q：用EB瓊脂糖膠電泳不同時間會出現條帶亮度變化?
A：由于電泳過程中條帶與EB泳動方向相反，結合EB的量會隨時間變化，因此電泳后條帶亮度會發生變化。因此建議使用EB染膠實現精準定量。
Q：DNA Marker電泳條帶分離效果不好?
A：瓊脂糖制膠濃度不合適，導致分辨率降低。制膠不均勻有時也會導致電泳異常。建議使用新制備的凝膠，制膠時注意操作中帶來的濃度誤差。一般對于大分子量片段，低濃度膠分離效果好；對于小分子量片段，高濃度膠分離效果好。
Q：不同核酸染料對DNA Marker 遷移率的影響?
A：預加GeneFinder、GelStain、GoldView到DNA Marker中，對Marker的遷移率都有一定的影響。
Q：不酶切或酶切不完全
A:
? 酶失活或濃度過低：用已知含目的酶切位點的對照 DNA 測試該酶活性；酶應貯存于 -20℃，-70℃時會凍結；避免反復凍融降低酶活；可根據實驗要求適當加大酶
量。
? DNA 濃度不合適：推薦 50 μl 反應體系酶切 1-2 μg DNA；DNA 過量時可適當增加酶量。
? DNA 被抑制劑污染：與對照 DNA 樣品一起酶切，驗證其是否被抑制；重新純化 DNA 樣品。
? DNA 可能形成超螺旋：不同酶對超螺旋結構 DNA 消化效率不一樣，可適當加大酶量。
? 識別位點過于接近 DNA 末端：一般在識別位點兩端各加 6 個保護堿基可確保酶切效率。
? 識別位點不存在：驗證 DNA 序列。
? 反應條件非最優化：緩沖液使用不當；按比例使用新鮮緩沖液重復實驗；按照推薦方案進行雙酶切或分步酶切。
? 甲基化封閉酶切位點：PCR 產物未甲基化；使用 dam-/dcm-菌株轉化。
Q：出現非預期帶型
A：
? 確定正確帶型：酶切產物與對照 DNA 樣品一起電泳，確定是未消化完的底物條帶或者是星號活性產生的非預期條帶。
? DNA 樣品污染：重新制備或純化樣品
? 含其它酶切位點：驗證 DNA 序列
Q：DNA 電泳呈彌散帶
A：
? 酶與 DNA 結合緊密未完全解離：使用隨酶提供的 DNA Loading Buffer 上樣電泳；或另加入終濃度為0.05-0.2% 的 SDS。
? 核酸酶污染：制備新的底物樣品；使用新的緩沖液和水。
? 電泳條件不合適：使用新鮮的電泳緩沖液和凝膠；合適的電流電壓避免過熱。
Q：星號活性 (特異性降低或改變)
A：
? 高甘油濃度 (>5% v/v)：酶儲存液含 50% 甘油；因此酶量不超過反應體積的10%。選擇 50 μl的標準反應體系，以減少反應過程中水的蒸發而提高甘油濃度。
? 非最適緩沖液：盡可能使用推薦緩沖液，離子濃度和 pH 的改變會引起星號活性。
? 存在有機溶劑 ( 如 DMSO、乙醇、DMF 等)：確保樣品在制備過程中不含任何有機物，如 DNA 制備過程中可能混入的乙醇。
? 混有其它二價離子 (如 Mn2+、Cu2+、Co2+、Zn2+) 去除樣品中二價離子
